Вісн. Харків. нац. аграрн. ун-ту. Сер. Біологія, 2018, вип. 1 (43), с. 66-75


https://doi.org/10.35550/vbio2018.01.066




ІНДУКУВАННЯМ НЕСПЕЦИФІЧНОЇ СТІЙКОСТІ СІЯНЦІВ СОСНИ ЗВИЧАЙНОЇ ДІЄЮ ДОНОРА NO НІТРОПРУСИДУ НАТРІЮ.
2. ПІДВИЩЕННЯ СТІЙКОСТІ ДО ҐРУНТОВОЇ ПОСУХИ


Ю. В. Карпець, М. А. Шкляревський, Г. А. Лугова

Харківський національний аграрний університет ім. В.В. Докучаєва
(Харків, Україна)
E-mail: plant.biology.knau@gmail.com


Досліджували вплив донора оксиду азоту нітропрусиду натрію (НПН) на стійкість сіянців сосни звичайної (Pinus silvestris L.) до ґрунтової посухи (зниження вологості субстрату до 25-30% від повної вологоємності). Обприскування рослин НПН у концентраціях 0,2 і 0,5 мМ викликало невелике посилення лінійного росту рослин і накопичення біомаси за оптимального поливу. В умовах посухи позитивний вплив НПН у концентраціях діапазону 0,2-2,0 мМ на ріст рослин у висоту і накопичення сирої та сухої біомаси був більш істотним. Після дії 10-денної посухи водний дефіцит контрольних рослин становив близько 20%, їх обробка НПН знижувала цей показник до 10-12%. Посуха викликала зниження сумарного вмісту хлорофілів і каротиноїдів, а також зменшення співвідношення хлорофілів a/b, обробка рослин донором оксиду азоту сприяла збереженню пулу фотосинтетичних пігментів, близького до величини варіанта з нормальним зволоженням. Також у рослин, оброблених НПН, за умов посухи не відбувалося зниження вмісту антоціанів і флавоноїдів, що поглинають у області УФ-В, яке спостерігалося у контрольних рослин. Зроблено висновок про роль сигнальної молекули NO в індукуванні адаптивних реакцій сосни звичайної до дії абіотичного стресора – ґрунтової посухи.


Ключові слова: Pinus silvestris, посуха, оксид азоту, нітропрусид натрію, стійкість, фотосинтетичні пігменти, антоціани, флавоноїди

 


ЛІТЕРАТУРА


1. Verzunov A.I., Mehedova L.G. 2007. The rate of water loss by pine shoots from geographical crops during artificial dehydration. Lesovedenie. 3 : 66-70.
 
2. Zhuk I.V., Musiienko M.M. 2010. The influence of nitric oxide on wheat plants in the drought conditions. Bulletin of Agricultural Science. 5 : 32-34.
 
3. Karpets Yu.V. 2016. Influence of no donor on content of pigments in leaves, growth and productivity of spring wheat (Triticum aestivum L.). Visn. Hark. nac. agrar. univ., Ser. Biol. 3(39) 48-56.
 
4. Karpets Yu.V., Kolupaev Yu.E., Grigorenko D.O., Firsova K.M. 2016. Response of barley plants of various genotypes to soil drought and influence of nitric oxide donor. Visn. Hark. nac. agrar. univ., Ser. Biol. 3(38) : 84-105.
 
5. Karpets Yu.V., Kolupaev Yu.E., Yastreb T.O. 2011.Effect of sodium nitroprusside on heat resistance of wheat coleoptiles: Dependence on the formation and scavenging of reactive oxygen species. Russ. J. Plant Physiol. 58(6) : 1027-1033.
https://doi.org/10.1134/S1021443711060094
 
6. Karpets Yu.V., Kolupaev Yu.E., Shvydenko M.V., Yastreb T.O. 2015. Influence of sodium nitroprusside on pigmental complex of leaves and productivity of millet in adverse conditions. Visn. Hark. nac. agrar. univ., Ser. Biol. 3(36) : 38-44.
 
7. Karpets Yu.V., Shklyarevskiy M.A., Lugova G.A. 2018. Induction of nonspecific resistance of scotch pine seedlings under influence of no donor sodium nitroprusside. 1. Increase of resistance against root rot disease . Visn. Hark. nac. agrar. univ., Ser. Biol. 1(43) : 57-65.
https://doi.org/10.35550/vbio2018.01.057
 
8. Kolupaev Y.E., Yastreb T.O. 2015. Physiological functions of nonenzymatic antioxidants in plants. Hark. nac. agrar. univ., Ser. Biol. 2(35) : 6-25.
 
9. Kuznetsova N.F. 2010. Sensitivity of scotch pine generative sphere to drought. Lesovedenie. 6 : 46-53.
 
10. Manaenkov A.S. 2009. Features of the water regime of the root layer and drought tolerance of pine crops. Lesovedenie. 2 : 52-61.
 
11. Tian X.R., Lei Y.B. 2007. Physiological responses of wheat seedlings to drought and UV-B radiation. Effect of exogenous sodium nitroprusside application. Russ. J. Plant Physiol. 54(5) : 676-682.
https://doi.org/10.1134/S1021443707050160
 
12. Shlyk A.A. 1971. Determination of chlorophylls and carotenoids in green leaf extracts. In: Biochemical methods in plant physiology. Ed. Pavlinova O.A. Moscow : 154-170.
 
13. Cuttriss A.J., Pogson B.J. 2004. Carotenoids. In: Plant Pigments and Their Manipulation. Ed. Davies K.M.. Boca Raton : 57-91.
https://doi.org/10.1002/9781119312994.apr0133
 
14. Floryszak-Wieczorek J., Milczarek G., Arasimowicz M., Ciszewski A. 2006. Do nitric oxide donors mimic endogenous NO-related response in plants? Planta. 224 : 1363-1372.
https://doi.org/10.1007/s00425-006-0321-1
 
15. Galatro A., Puntarulo S. 2014. An update to the understanding of nitric oxide metabolism in plants In: Nitric Oxide in Plants: Metabolism and Role in Stress Physiology. Springer International Publishing : 3-15.
https://doi.org/10.1007/978-3-319-06710-0_1
 
16. Gill S.S., Tuteja N. 2010. Reactive oxygen species and antioxidant machinery in abiotic stress tolerance in crop plants. Plant Physiol. Biochem. 48 : 909-930.
https://doi.org/10.1016/j.plaphy.2010.08.016
 
17. Khan M.N., Mobin M., Mohammad F., Corpas F.J. (eds.). 2014. Nitric oxide in plants: metabolism and role in stress physiology. Heidelberg : Springer : 302 p.
https://doi.org/10.1007/978-3-319-06710-0
 
18. Khlestkina E.K. 2013. The adaptive role of flavonoids: emphasis on cereals. Cereal Res. Commun. 41 : 185-198.
https://doi.org/10.1556/CRC.2013.0004
 
19. Krasylenko Y.A., Yemets A.I.,, Sheremet Y.A., Blume B. 2012. Nitric oxide as a critical factor for perception of UV-B irradiation by microtubules in Arabidopsis. Physiol. Plant. 145 : 505-515.
https://doi.org/10.1111/j.1399-3054.2011.01530.x
 
20. Lu D., Zhang X., Jiang J., An G.Y., Zhang L.R., Song P. 2005. NO may function in the downstream of H2O2 in ABA-induced stomatal closure in Vicia faba L. J. Plant Physiol. Mol. Biol. 31 : 62-70.
 
21. Neill S.O., Gould K.S. 2003. Anthocyanins in leaves: light attenuators or antioxidants? Functional Plant Biol. 30(8) : 865-873.
https://doi.org/10.1071/FP03118
 
22. Nogues S., Baker N.R. 2000. Effects of drouht on photosynthesis in Mediterranean plants grown under UV-B radiation. J. Exp. Bot. 51 : 1309-1317.
https://doi.org/10.1093/jexbot/51.348.1309
 
23. Pietrini F., Massacci A. 1998. Leaf anthocyanin content changes in Zea mays L. grown at low temperature: Significance for the relationship between the quantum yield of PS II and the apparent quantum yield of CO2 Photosynthesis Res. 58 : 213-219.
https://doi.org/10.1023/A:1006152610137
 
24. Ruan H.H., Shen W.B., Xu L.L. 2004. Nitric oxide involved in the abscisic acid induced proline accumulation in wheat seedling leaves under salt stress. Acta Bot. Sinica. 46 : 1307-1315.
 
25. Singh P., Shah K. 2017. An update on effects of nitric oxide under abiotic stresses in higher plants. Adv. Plant Physiol. 15 : 283-306.
 
26. Tan J., Zhao H., Hong J., Han Y., Li H., Zhao W. 2008. Effects of exogenous nitric oxide on photosynthesis, antioxidant capacity and proline accumulation in wheat seedlings subjected to osmotic stress. World J. Agricult. Sci. 4 : 307-313.
 
27. Wang S.H., Zhou Z.Y., He Q.Y., Xiaopeng W., Song L , Lu X. 2007. Nitric oxide alleviates the nickel toxicity in wheat seedlings. Acta Bot. Yunnanica. 29(1) : 115-121.
 
28. Wang H., Zhang H., Jiang S.J., Zhang L., He Q.Y., He H.Q. 2010. Effects of the nitric oxide donor sodium nitroprusside on antioxidant enzymes in wheat seedling roots under nickel stress. Russ. J. Plant Physiol. 57 : 833-839.
https://doi.org/10.1134/S1021443710060129
 
29. Wu X., Zhu W., Zhang H., Ding H., Zhang H.J. 2011. Exogenous nitric oxide protects against salt-induced oxidative stress in the leaves from two genotypes of tomato (Lycopersicom esculentum Mill.). Acta Physiol. Plant. 33 : 1199-1209.
https://doi.org/10.1007/s11738-010-0648-x
 
30. Zhang Y., Wang L., Liu Y., Zhang Q., Wei Q., Zhang W. 2006. Nitric oxide enhances salt tolerance in maize seedlings through increasing activities of proton-pump and Na+/H+ antiport in the tonoplast. Planta. 224 : 545-555.
https://doi.org/10.1007/s00425-006-0242-z