Вісн. Харків. нац. аграрн. ун-ту. Сер. Біологія, 2017, вип. 3 (42), с. 72-80


https://doi.org/10.35550/vbio2017.03.072




РЕАКЦІЯ ПРОДИХОВОГО АПАРАТУ РОСЛИН АРАБІДОПСИСУ, ДЕФЕКТНИХ ЗА ЖАСМОНАТНИМ СИГНАЛІНГОМ, НА ДІЮ АБСЦИЗОВОЇ КИСЛОТИ І МЕТИЛЖАСМОНАТУ


Т. О. Ястреб1, Ю. Є. Колупаєв, 1, 2, Ю. В. Карпець1, О. П. Дмитрієв3

1Харківський національний аграрний університет ім. В.В. Докучаєва
(Харків, Україна)
E-mail: plant_biology@ukr.net
2Харківський національний університет ім. В.Н. Каразіна
(Харків, Україна)
3Інститут клітинної біології та генетичної інженерії
Національної академії наук України
(Київ, Україна)


Досліджували вплив абсцизової кислоти (АБК) і метилжасмонату на стан продихів рослин Arabidopsis thaliana дикого типу (Columbia-0Col-0) і дефектних за жасмонатним сигналінгом: jin1 (мутант, дефектний за геном, що кодує білок транскрипційний фактор JIN1/MYC2 – один з ключових у жасмонатному сигналінгу), jar1 (мутант за геном, що кодує JAR1-синтазу, відповідальну за утворення фізіологічно активного кон'югату жасмонової кислоти з ізолейцином) і coi1 (мутант за геном, що кодує білок COI1, який бере участь у видаленні білків-репресорів транскрипційних факторів жасмонатного сигналінгу). У рослин арабідопсису дикого типу АБК в концентраціях 10-100 мкМ викликала значне зменшення відсотка відкритих продихів і величини продихової апертури. У рослин jin1 за обробки АБК в цих концентраціях показники, що характеризують стан продихового апарату, практично не змінювалися. У мутантів jar1 і coi1 під впливом АБК величина апертури продихів зменшувалася практично так само, як і у рослин дикого типу, проте відсоток частково відкритих продихів був трохи більшим. Під дією метилжасмонату в концентраціях 50-200 мкМ величина продихової апертури у рослин Col-0 істотно зменшувалася, а відсоток частково відкритих продихів під впливом 10 і 50 мкМ метилжасмонату дещо збільшувався, а за обробки 200 мкМ метілжасмонатом зменшувався. У мутантів jin1 і jar1 при обробці метилжасмонатом в різних концентраціях показники, що характеризують продихову активність, практично не змінювалися, в той же час у генотипу coi1 відзначалася тенденція до деякого зменшення величини продихової апертури. Обговорюється роль білків, задіяних у жасмонатному сигналінгу, в регуляції стану продихів АБК і жасмонатом.


Ключові слова: Arabidopsis thaliana, продихи, жасмонова кислота, метилжасмонат, абсцизова кислота, жасмонатний сигналінг

 


ЛІТЕРАТУРА


1. Veselov D.S., Veselov S.Yu., Vysotskaya L.B., Kudoyarova G.R., Farkhutdinov R.G. 2007. Plant hormones: regulation of concentration, connection with growth and water metabolism (Ed. Shakirova F.M.). Moscow : 158 p.
 
2. Kolupaev Yu.E., Yastreb T.O., Lugova G.A. 2016. Role of jasmonates in plant adaptation to abiotic stressors. Fiziol. rast. genet. 48(2) : 105-121.
https://doi.org/10.15407/frg2016.02.095
 
3. Iakovenko O.M., Kretynin S.V., Kabachevskaya E.M., Lyakhnovich G.V., Volotovski D.I., Kravets V.S. 2008. Role of phospholipase C in ABA regulation of stomata function. Ukr. Bot. J. 65(4) : 605-613.
 
4. Acharya B.R., Assmann S.M. 2009.Hormone interactions in stomatal function. Plant Mol. Biol. 69 : 451-462.
https://doi.org/10.1007/s11103-008-9427-0
 
5. Assmann S.M., Shimazaki K. 1999. The multisensory guard cell. Stomatal response to blue light and abscisic acid. Plant Physiol. 119 : 809-815.
https://doi.org/10.1104/pp.119.3.809
 
6. Brosché M., Merilo E., Mayer F., Pechter P., Puzõrjova I., Brader G., Kangasjärvi J., Kollist H. 2010. Natural variation in ozone sensitivity among Ara-bidopsis thaliana accessions and its relation to sto-matal conductance. Plant Cell Environ. 33 : 914-925.
https://doi.org/10.1111/j.1365-3040.2010.02116.x
 
7. Davies W.J., Kudoyarova G., Hartung W. 2005. Long-distance ABA signaling and its relation to other signaling pathways in the detection of soil drying and the me-diation of the plant's response to drought. J. Plant Growth Regul. 24 : 285-295.
https://doi.org/10.1007/s00344-005-0103-1
 
8. de Ollas C., Dodd I.C. 2016. Physiological impacts of ABA-JA interactions under water-limitation. Plant Mol. Biol. 91 : 641-650.
https://doi.org/10.1007/s11103-016-0503-6
 
9. Geng S., Misra B.B., de Armas E., Huhman D.V., Alborn H.T., Sumner L.W., Chen S. 2016. Jasmonate-mediated stomatal closure under elevated CO2 revealed by time-resolved metabolomics. Plant J. 88 : 947-962.
https://doi.org/10.1111/tpj.13296
 
10. Gibeaut D.M., Hulett J., Cramer G.R., Seemann J.R. 1997. Maximal biomass of Arabidopsis thaliana using a simple, low-maintenance hydroponic method and favorable environmental conditions. Plant Physiol. 115 : 317-319.
https://doi.org/10.1104/pp.115.2.317
 
11. Gimenez-Ibanez S., Boter M., Ortigosa A., García-Casado G., Chini A., Lewsey M.G., Ecker J.R., Ntoukakis V, Solano R. 2017. JAZ2 controls stomata dy-namics during bacterial invasion. New Phytol. 213 : 1378-1392.
https://doi.org/10.1111/nph.14354
 
12. Kazan K. 2015. Diverse roles of jasmonates and ethylene in abiotic stress tolerance. Trends Plant Sci. 20 : 219-229.
https://doi.org/10.1016/j.tplants.2015.02.001
 
13. Lackman P., González-Guzmán M., Tilleman S., Carqueijeiro I., Pérez A.C., Moses T., Seo M., Kanno Y., Häkkinen S.T., Van Montagu M.C., Theve-lein J.M., Maaheimo H., Oksman-Caldentey K.M., Rodriguez P.L., Rischer H., Goossens A. 2011. Jasmonate signaling involves the abscisic acid receptor PYL4 to regulate metabolic reprogramming in Arabidopsis and tobacco. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 108 : 5891-5896.
https://doi.org/10.1073/pnas.1103010108
 
14. Lorenzo O., Chico J.M., Sanchez-Serrano J.J., Solano R. 2004. Jasmonate-insensitive1 encodes a MYC tran-scription factor essential to discriminate between different jasmonate regulated defence responses in Arabidopsis. Plant Cell. 16 : 1938-1950.
https://doi.org/10.1105/tpc.022319
 
15. Melotto M., Underwood W., Koczan J., Nomura K., He S.Y. 2006. Plant stomata function in innate immunity against bacterial invasion. Cell. 126 : 969-980.
https://doi.org/10.1016/j.cell.2006.06.054
 
16. Melotto M., Underwood W., He S.Y. 2008. Role of stomata in plant innate immunity and foliar bacterial diseases. Annu. Rev. Phytopathol. 46 : 101-122.
https://doi.org/10.1146/annurev.phyto.121107.104959
 
17. Montillet J.L., Leonhardt N., Mondy S., Tranchimand S., Rumeau D., Boudsocq M., Garcia A.V., Douki T., BigearJ., Lauriere C., Chevalier A., Castresana C., Hirt H. 2013. An abscisic acid-independent oxylipin path-way controls stomatal closure and immune defense in Arabidopsis. PLOS Biol. 11(3) : e1001513
https://doi.org/10.1371/journal.pbio.1001513
 
18. Munemasa S., Oda K., Watanabe-Sugimoto M., Nakamura Y., Shimoishi Y., Murata Y. 2007. The coronatine-insensitive 1 mutation reveals the hormonal signaling interaction between abscisic acid and methyl jasmonate in Arabidopsis guard cells. Specific impairment of ion channel activation and second messenger production. Plant Physiol. 143 : 1398-1407.
https://doi.org/10.1104/pp.106.091298
 
19. Munemasa S., Mori I.C., Murata Y. 2011. Methyl jasmonate signaling and signal crosstalk between methyl jasmonate and abscisic acid in guard cells. Plant Signal. Behav. 6(7) : 939-941.
https://doi.org/10.4161/psb.6.7.15439
 
20. Nilson S.E., Assmann S.M. 2007. The control of transpiration insights from Arabidopsis. Plant Physiol. 143 : 19-27.
https://doi.org/10.1104/pp.106.093161
 
21. Pei Z.M., Murata Y., Benning G. 2000. Calcium channels acti-vated by hydrogen peroxide mediate abscisic acid signalling in guard cells. Nature. 406 : 731-734.
https://doi.org/10.1038/35021067
 
22. Ramírez V., Coego A., López A., Agorio A., Flors V., Vera P. 2009. Drought tolerance in Arabidopsis is con-trolled by the OCP3 disease resistance regulator. Plant J. 58 : 578-591.
https://doi.org/10.1111/j.1365-313X.2009.03804.x
 
23. Santino A., Taurino M., De Domenico S., Bonsegna S., Poltronieri P., Pastor V., Flors V. 2013. Jasmonate signaling in plant development and defense response to multiple (a)biotic stresses. Plant Cell Rep. 32 : 1085-1098.
https://doi.org/10.1007/s00299-013-1441-2
 
24. Savchenko T., Kolla V. A., Wang C.Q., Nasafi Z., Hicks D.R., Phadungchob B., Chehab W.E., Brandizzi F., Froehlich J., Dehesh K. 2014. Functional convergence of oxylipin and abscisic acid pathways controls stomatal closure in response to drought. Plant Physiol. 164 : 1151-1160.
https://doi.org/10.1104/pp.113.234310
 
25. Semchuk N.M., Vasylyk Yu.V., Lushchak Ok.V., Lush-chak V.I. 2012. Effect of short-term salt stress on oxidative stress markers and antioxidant enzymes activity in tocopherol-deficient Arabidopsis thaliana plants. Ukr. Biokhim. Zhurn. 84(4) : 41-48.
 
26. Staswick P.E., Tiryaki I. 2004. The oxylipin signal jasmonic acid isactivated by an enzyme that conjugates it to isoleucine in Arabidopsis. Plant Cell. 16 : 2117-2127.
https://doi.org/10.1105/tpc.104.023549
 
27. Suhita D., Raghavendra A.S., Kwak J.M., Vavasseur A. 2004. Cytoplasmic alkalization precedes reactive oxygen species production during methyl jasmonate- and abscisic acid-induced stomatal closure. Plant Physiol. 134 : 1536-1545.
https://doi.org/10.1104/pp.103.032250
 
28. Ton J., Flors V., Mauch-Mani B. 2009. The multifaceted role of ABA in disease resistance. Trends Plant Sci. 14 : 310-317.
https://doi.org/10.1016/j.tplants.2009.03.006
 
29. Toum L., Torres P.S., Gallego S.M., Benavídes M.P., Vojnov A.A., Gustavo E. 2016.Gudesblat coronatine inhib-its stomatal closure through guard cell-specific inhibition of NADPH oxidase-dependent ROS production. Front. Plant Sci. 7:1851. doi: 10.3389/fpls.2016.01851
https://doi.org/10.3389/fpls.2016.01851
 
30. Wasternack C., Hause B. 2013. Jasmonates: Biosynthesis, perception, signal transduction and action in plant stress response, growth and development. An update to the 2007 review in Annals of Botany. Ann. Bot. 111 : 1021-1058.
https://doi.org/10.1093/aob/mct067
 
31. Webb A.R., McAinsh M.R., Mansfield T.A., Hetherington A.M. 1996. Carbondioxide induces increases in guard cell cytosolic free calcium. Plant J. 9 : 287-304.
https://doi.org/10.1046/j.1365-313X.1996.09030297.x
 
32. Yadav V., Mallappa C., Gangappa S.N., Bhatia S., Chattopadhyay S. 2005. A basic helix-loop-helix transcrip-tion factor in Arabidopsis, MYC2, acts as a re-pressor of blue light-mediated photomorphogenic growth. Plant Cell. 17 : 1953-1966.
https://doi.org/10.1105/tpc.105.032060
 
33. Yastreb T.O., Kolupaev Yu.E., Lugovaya A.A., Dmitriev A.P. 2017. Formation of adaptive reactions in Arabidopsis thaliana wild-type and mutant jin1 plants under action of abscisic acid and salt stress. Cytol. Genet. 51(5) : 325-330.
https://doi.org/10.3103/S0095452717050115