Вісн. Харків. нац. аграрн. ун-ту. Сер. Біологія, 2017, вип. 1 (40), с. 100-105


https://doi.org/10.35550/vbio2017.01.100




ЗАЛЕЖНІСТЬ ВМІСТУ цАМФ І АКТИВНОСТІ ФАКТОРІВ ВІРУЛЕНТНОСТІ PSEUDOMONAS SYRINGAE PV. PISI ТА CLAVIBACTER MICHIGANENSIS SSP. SEPEDONICUS ВІД КОНЦЕНТРАЦІЇ N-ФЕНІЛ-2-НАФТИЛАМІНУ


Л. А. Ломоватська, Л. Є. Макарова, О. В. Кузакова, А. М. Гончарова, А. С. Романенко

Федеральне державне бюджетна установа науки
«Сибірський інститут фізіології та біохімії рослин
Сибірського відділення Російської академії наук»
(Іркутськ, Росія)
E-mail: LidaL@sifibr.irk.ru


У патогенах гороху Pseudomonas syringae pv. pisi (Psp) і картоплі Сlavibacter michiganensis sps. sepedonicus (Cms), а також у середовищі їх росту, вивчали вплив N-феніл-2-нафтиламіну (N-ФНА), одного з мажорних компонентів кореневих ексудатів гороху (не виявлений у кореневих ексудатах рослин картоплі in vitro), на концентрацію цАМФ і активність пектинази і целюлази – факторів вірулентності цих фітопатогенів. N-ФНА істотно пригнічував ріст планктонної культури специфічного для гороху фітопатогена Psp в концентрації 9 мкМ, а ріст планктонної культури Cms – тільки в концентрації 45 мкМ. Під дією ростінгібуючих концентрацій N-ФНА вміст цАМФ істотно знижувався у Psp і підвищувався Cms. Такий же ефект спостерігався і у середовищі їх росту. При цьому активності пектинази і целюлази знижувалися тільки в середовищі росту бактерій, але не в самих мікроорганізмах. Зроблено висновок, що N-ФНА специфічно бере участь в молекулярному діалозі «рослина-господар: патоген» шляхом регуляції щільності і вірулентності бактерій через модуляцію активності їх аденілатциклазної сигнальної системи.


Ключові слова: фітопатогени, горох, N-феніл-2-нафтиламін, цАМФ, пектиназа, целюлаза

 


ЛІТЕРАТУРА


1. Veshnyakov V.A., Khabarov Yu.G., Kamakina N.D. 2008. Comparison of reducing compounds determination methods: bertrand's method, ebulliostatical and photometrical methods. Khimiya rastitel'nogo syr'ya. 4 : 47-50.
 
2. Lomovatskaya L.A., Romanenko A.S., Rykun O.V. 2015. Transmembrane adenylate cyclase controls the virulence factors of plant pathogenic Pseudomonas siringae and mutualistic Rhizobium leguminosarum. Microbiology (Mikrobiologiya). 84 (4) : 473-478.
https://doi.org/10.1134/S0026261715040116
 
3. Lomovatskaya L.A., Makarova L. E., Kuzakova O.V., Romanenko A.S., Goncharova A.M. 2016. Effect of N-phenyl-2-naphthylamine on activity of adenylate cyclase signal system components and virulence of bacterial phytopathogens and mutualists. Appl. Biochem. Microbiol. 52 (3) : 287-292.
https://doi.org/10.1134/S0003683816030108
 
4. Makarova L.E., Smirnov V.I., Klyba L.V., Petrova I.G., Dudareva L.V. 2012. Role of allelopathic compounds in the regulation and development of legume-rhizobial symbiosis. Appl. Biochem. Microbiol. 48 (4) : 355-362.
https://doi.org/10.1134/S0003683812030064
 
5. Makarova L.E., Dudareva L.V., Petrova I.G., Vasil'eva G.G. 2016. Secretion of phenolic compounds into root exudates of Pea seedlings upon inoculation with Rhizobium leguminosarum bv. viceae or Pseudomonas siringae pv. Pisi. Appl. Biochem. Microbiol. 52 (2) : 205-209.
https://doi.org/10.1134/S0003683816020095
 
6. Ge C., He C. 2008. Regulation of the Type II Secretion Structural Gene xpsE in Xanthomonas campestris pathovar campestris by the global transcription regulator Clp. Curr. Microbiol. 56 : 122-127.
https://doi.org/10.1007/s00284-007-9081-9
 
7. Hassan S., Mathesius U. 2012. The role of flavonoids in root-rhizosphere signalling: opportunities and challenges for improving plant-microbe interactions. J. Exp. Bot. 63 : 3429-3444.
https://doi.org/10.1093/jxb/err430
 
8. Lianga W., Syed Zafar Sultana S.Z., Anisia J. Silvaa A., Jorge A. Beniteza J. 2008. Cyclic AMP posttranscriptionally regulates the biosynthesis of a major bacterial autoinducer to modulate the cell density required to activate quorum sensing. FEBS Lett. 582 : 3744-3750.
https://doi.org/10.1016/j.febslet.2008.10.008
 
9. Lomovatskaya L.A., Romanenko A.S., Filinova N.V., Dudareva L.V. 2011. Determination of cAMP in plant cells by a modified enzyme immunoassay method. Plant Cell Reports. 30 : 125-132.
https://doi.org/10.1007/s00299-010-0950-5
 
10. Popovici J., Comte G., Bagnarol É., Alloisio N., Fournier P., Bellvert F., Bertrand C., Fernandez M.P. 2010. Differential effects of rare specific flavonoids on compatible and incompatible strains in the myrica galefrankia actinorhizal symbiosis. Apl. Env. Microb. 76 : 2451-2460.
https://doi.org/10.1128/AEM.02667-09
 
11. Sikora А.Е. 2013. Proteins secreted via the type II secretion system: smart strategies of vibrio cholerae to main-tain fitness in different ecological niches. PLOS Pathogens. 9 (2) : e1003126. doi:10.1371/journal.ppat.1003126
https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1003126
 
12. Smith R.S., Wolfgang M.C., Lory S. 2004. An adenylatecy-clase-controlled signaling network regulates Pseu-domonas aeruginosa virulence in a mouse model of acute pneumonia. Infect. Immunol. 72 : 1677-1684.
https://doi.org/10.1128/IAI.72.3.1677-1684.2004